Dergiler / Iğdır Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü Dergisi / 2026 / Cilt: 16 Sayı: 3

Sağlıklı Sıçanlarda Kardiyak Referans Ekokardiyografi Parametrelerinin Değerlendirilmesi

Evaluation of Cardiac Reference Echocardiography Parameters in Healthy Rat

Melahat Toker(ANKARA EĞİTİM VE ARAŞTIRMA HASTANESİ KARDİYOLOJİ)0000-0001-5442-4309
Sayfa
1271–1279
Yayın Tarihi
2026-09-01
🏛️Bu makalenin bibliyografik verileri ve tam metin bağlantısı DergiPark üzerinden sağlanmıştır.
DergiPark Kaydı ↗
✨

Yapay Zeka Hızlı Bakış & Çıkarımlar

AI Insight
⚡ TL;DR(1 Cümlede Hızlı Çıkarım)

Sağlıklı sıçanlarda kardiyak yapı ve kuvvetler 2D mod, M-mod ve Doppler ekokardiyografi kullanılarak değerlendirildi ve her biri için standart ekokardiyografik değerler ve normal referans aralıkları belirlendi.

📌 3 Maddede Bu Makale

🎯
Amaç & Hipotez:Birçok alanda olduğu gibi kardiyoloji alanında da hayvan düzeyindeki sıçanlar tercih edilmektedir.
📊
Temel Bulgular & Veri:Bu amaçla sağlıklı sıçanlarda kardiyak yapı ve kapasiteleri değerlendirmek için iki boyutlu (2D) mod, M-mod ve Doppler ekokardiyografi kullanılır, her biri için standart ekokardiyografik değerler ve normal referans aralıkları belirlenir.
💡
Sonuç & Katkı:Sağlıklı sıçanlarda kardiyak yapı ve kuvvetler 2D mod, M-mod ve Doppler ekokardiyografi kullanılarak değerlendirildi ve her biri için standart ekokardiyografik değerler ve normal referans aralıkları belirlendi.
🔬Tür:Araştırma Makalesi
📍Kapsam:30 adet
⚙️Değişkenler:Rat · ekokardiyografi · ölçüm parametreleri

Özet

Birçok alanda olduğu gibi kardiyoloji alanında da hayvan düzeyindeki sıçanlar tercih edilmektedir. Ekokardiyografi, kardiyak görüntülemede invaziv olmayan bir teknik olması ve kalp yapısı ve fonksiyonu hakkında geniş bilgi sağlaması nedeniyle en çok tercih edilen görüntüleme yöntemidir. Bu amaçla sağlıklı sıçanlarda kardiyak yapı ve kapasiteleri değerlendirmek için iki boyutlu (2D) mod, M-mod ve Doppler ekokardiyografi kullanılır, her biri için standart ekokardiyografik değerler ve normal referans aralıkları belirlenir. Çalışmaya ortalama ağırlıkları 400-550 gram olan 30 adet sağlıklı erişkin renkli sıçan uygulandı. Anestezik madde olarak sıçanlara intramusküler olarak ksilazin (0,05 ml/100 gram) verildi. Sıçanların standart ekokardiyografik değerlendirmesi HasvetVetus 5exp doppler cihazı ve 10 mHz prob kullanılarak parasternal ve apikal olmak üzere 5 farklı pencereden iki boyutlu (2D) mod, M-mod ve Doppler ekokardiyografi yöntemleri kullanılarak yapıldı. Çalışmaya dahil edilen sıçanlara detaylı ekokardiyografi yapıldı. Sol ventrikül (SV) diyastolik ve sistolik sonuçları, SV sistol sonu çapı, interventriküler septum diyastolik ve sistolik sonuçları, posterior duvar diyastolik ve sistol sonu sonuçları, sol atriyum çapı ve çıkan aort çaplarının referans aralıkları yer almaktadır. Sol ventrikül diyastolik ve sistol sonu hacmi, sol ventrikül atım hacmi, kardiyak debi, sol ventrikül fraksiyonel kısalması ve sol ventrikül ejeksiyon fraksiyonu (sol ventrikül ejeksiyon fraksiyonu - SVEF) dahil olmak üzere kardiyak fonksiyonlarla yeniden üretilebilen aralıklar belirlendi. Ayrıca, sıçanlarda kalp kapakçıklarının renkli Doppler, CW Doppler ve PW Doppler incelemeleri ile aort, mitral ve pulmoner kapak akımları belirlendi. Sağlıklı sıçanlarda kardiyak yapı ve kuvvetler 2D mod, M-mod ve Doppler ekokardiyografi kullanılarak değerlendirildi ve her biri için standart ekokardiyografik değerler ve normal referans aralıkları belirlendi.

Abstract

As in many fields, animal-level rats are preferred in the field of cardiology. Echocardiography is the most preferred imaging method because it is a non-invasive technique in cardiac imaging and provides extensive information about heart structure and function. For this purpose, two-dimensional (2D) mode, M-mode and Doppler echocardiography are used to evaluate cardiac structure and capacities in healthy rats, standard echocardiographic values and normal reference ranges are established for each. 30 healthy adult colored rats weighing an average of 400-550 grams were applied to the study. As an anesthetic agent, rats receive xylazine (0.05 ml / 100 grams) intramuscularly. Standard echocardiographic evaluation of rats was performed using two-dimensional (2D) mode, M-mode and Doppler echocardiography methods from 5 different windows, parasternal and apical, using HasvetVetus 5exp doppler device and 10 mHz probe. Detailed echocardiography was performed on the rats included in ölçüm parametreleri the study. Reference ranges of left ventricle (LV) end-diastolic diameter, LV end-systolic diameter, interventricular septum diastolic and systolic results, posterior wall diastolic and end-systolic results, left atrium diameter and emerging aorta diameters is located. Ranges that can be reproduced by cardiac functions were specified, including LV diastolic and end-systolic volume, LV stroke volume, cardiac output, LV fractional shortening, and LV ejection fraction (LVEF). In addition, color Doppler, CW Doppler and PW Doppler examinations of the heart valves in rats, and aortic, mitral and pulmonary valve flows were determined. Cardiac structure and forces were evaluated in healthy rats using 2D mode, M-mode and Doppler echocardiography, and standard echocardiographic values and normal reference ranges were established for each.

🔖

Bu Makaleye Atıf Yap

Toker, M. (2026). Sağlıklı Sıçanlarda Kardiyak Referans Ekokardiyografi Parametrelerinin Değerlendirilmesi. Iğdır Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü Dergisi, Cilt: 16 Sayı: 3, 1271–1279. https://doi.org/10.21597/jist.1800138

📄 Tam Metin PDF Okuyucu

📄

PDF görüntüleyici hazırlanıyor...

Kaynakça (29)

  1. Albrecht M, Henke J, Tacke S, Markert M, Guth B. Effects of isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl on physiological variables continuously measured by telemetry in Wistarrats. BMC VetRes. 2014;10:198.
  2. Armstrong, W. F., Ryan, T. Feigenbaum'sEchocardiography. 7th Edition, Lippincott Williams &Wilkins. (2010). Aronsen, J. M., et al. Noninvasiv estratification of postinfarction rats based on thedegree of cardiac dysfunction using magnetic resonance imaging and echocardiography. American Jounal of Physiology–Heart and Circulatory Physiology. 2017; 312 (5), H932-H942.
  3. Erhardt W, Henke J, Haberstroh J, Baumgartner C, Tacke S. Anästhesie undanalgesiebeimklein- und heimtier mit exoten, labortieren, vögeln, reptilien, amphibien und fischen. 2. Stuttgart: Schattauer; 2012.
  4. Flecknell PA. Laboratory Animal Anaesthesia: An Introduction for Research Workers and Technicians. San Diego: Academic; 1987.
  5. Forman, D. E., Cittadini, A., Azhar, G., Douglas, P. S., Wei, J.Y. Cardiacmorphologyandfunction in senescentrats: gender-relateddifferences. Journal of theAmericanCollege of Cardiology. 1997;30 (7), 1872-1877.
  6. Georgiadis N, Tsarouhas K, Rezaee R, Nepka H, Kass GE, Dorne JCM, Stagos D, Toutouzas K, Spandidos DA, Kouretas D, Tsitsimpikou C. What is considered cardiotoxicity of anthracyclines in animal studies. Oncol Rep 2020; 44(3): 798–818.
  7. Huss MK. Pacharinsak C. A Review of Long-acting Parenteral Analgesics for Mice and Rats. American Association for Laboratory Animal Science 2022; 61(6):597–604.
  8. Jiang H, Xiaoa J, Kanga B, Zhu X, Xin N, Wang Z. PI3K/SGK1/GSK3β signaling pathway is involved in inhibition of autophagy in neonatal rat cardiomyocytes exposed to hypoxia/reoxygenation by hydrogen sulfide. Exp Cell Res 2016; 345(2): 134-40.
  9. Krinke GJ. The Laboratory Rat.London: Academic; 2000
  10. Lampejo T, Durkin S, Bhatt N, Guttmann O. Acute myocarditis: aetiology, diagnosis and management. Clin Med 2021; 21(5): 505-510.
  11. Lang, RM, Bierig, M, Devereux, RB, et al. Recommendations for chamber quantification. Eur J Echocardiogr. 2006; 7: 79–108.
  12. Lang, R. M.,et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardio vascular Imaging. Journal of the American Society of Echocardiography.2015; 28 (1), 1-39
  13. Liu, J., Rigel, D. F. Echocardiographic examination in rats and mice. Cardiovascular Genomics. Methods in Molecular Biology (Methods and Protocols).2009; 573, 139-155.
  14. Molina AM, Moyano MR, Serrano-Rodriguez JM, Ayala N, Lora AJ, Serrano-Caballero JM. Analyses of anaesthesia with ketamine combined with different sedatives in rats. Vet Med (Praha). 2015;60(7):368-375.
  15. Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. New approaches insmallanimalechocardiography: imagingthesounds of silence. AmericanJounal of Physiology –HeartandCirculatoryPhysiology. 2011; 301 (5), H1765-H1780
  16. Moutabian H, Ghahramani-Asl R, Mortezazadeh T, Laripour R, Narmani A, Zamani H, Ataei G, Bagheri H, Farhood B, Sathyapalan T, Sahebkar A. The cardioprotective effects of nano-curcumin against doxorubicin-induced cardiotoxicity: A systematic review. BioFactors 2022; 48(3): 597–610.
  17. Ribeiro S, Pereira ARS, Pinto AT, Rocha F, Ministro A, Fiuza M, Pinto F, Santos SCR. Echocardiographic Assessment of Cardiac Anatomy and Function in AdultRats. J VisExp. 2019; Dec 13;(154). doi: 10.3791/60404
  18. Otto, M. C. Textbook of Clinical Echocardiography., 6th Revised Edition, Elsevier – Health Sciences Division. (2018).
  19. Sumitra M, Manikandan P, Rao KV, Nayeem M, Manohar BM, Puvanakrishnan R. Cardiorespiratory effects of diazepam-ketamine, xylazine-ketamine and thiopentone anesthesia in male Wistar rats--a comparative analysis. Life Sci 2004;75(15):1887-96.
  20. Travain T, Valsecchi P. Infrared thermography in the study of animals’ emotional responses: a critical review. Animals. 2021;11(9):2510.
  21. Walker, E. M., Jr. et al. Age-associatedchanges in hearts of maleFischer 344/Brown Norway F1 rats. Annals Of ClinicalAndLaboratoryScience. 2006; 36 (4), 427-438.
  22. Wenger S. Anesthesia and analgesia in rabbits and rodents. J Exotic Pet Med. 2012;21:7–16.
  23. Wixson SK, White WJ, Hughes HC Jr, Marshall WK, Lang CM. The effects of pentobarbital, fentanyl-droperidol, ketamine-xylazine and ketamine-diazepam on noxious stimulus perception in adult male rats. Lab Anim Sci 1987;37(6):731-5.
  24. World HealthOrganization. " Global Status Report on Noncommunicable Diseases 2014". Erişim adresi: http://apps.who.int/iris/bit stream/106 65/148114/1/9789241564854_eng.pdf ua=1.Erişim tarihi: 01.08.2018.
  25. Yamaguchi O. Autophagy in the Heart. Circ J 2019; 83: 697 – 704.
  26. Zhao Q, Yin L, Zhang L, Jiang D, Liu L, Ji H. Chitoheptaose Promotes Heart Rehabilitation in a Rat Myocarditis Model by Improving Antioxidant, Anti-Inflammatory, and Antiapoptotic Properties. Oxid Med Cell Longev 2020; (2394704): 1-13.
  27. Zhou X, Zhang P, Liang T, Chen Y, Liu D, Yu H. Relationship between circulating levels of angiotensin-converting enzyme 2-angiotensin-(1–7)-MAS axis and coronary heart disease. Heart Vessels 2020; 35(2): 153–161.
  28. Otto, M. C. Textbook of Clinical Echocardiography., 6th Revised Edition, Elsevier – Health Sciences Division. (2018).
  29. Walker, E. M., Jr. et al. Age-associatedchanges in hearts of maleFischer 344/Brown Norway F1 rats. Annals Of ClinicalAndLaboratoryScience. 2006; 36 (4), 427-438.